医学论文哪里有？我们认为糖尿病相关因素能够引起蛋白酶体调节蛋白 PA28 表达下降，从而影响蛋白酶体降解功能，进而导致蛋白质氧化损伤降解途径减弱和氧化损伤蛋白质增加。
实验方法
1 实验动物饲养及处理
1.1 实验动物的饲养条件
本实验过程中遵守实验动物福利原则，饲养和操作过程中符合动物伦理规范。实验动物饲养于标准实验动物房，室内空气流通、具备控温条件，温度维持在 20~25℃，自然昼夜。动物饲养期间及时更换垫料，保持笼内清洁，给予自由进食饮水，每日自然昼夜节律。
1.2 实验动物分组及糖尿病模型的制备
2~3 月龄雄性 SD 大鼠 150 只，体重在 180-230g，快递运输至本室后先行普通级大鼠饲料适应性喂养 5 天，后随机分为正常对照组（Control group，Ctrl）（n=40）和糖尿病组（Diabetes mellitus，DM）（n=110）。Ctrl 组全程采用普通级大鼠饲料喂养（普通级大鼠饲料配方为：面粉 5%，麦片 25%，玉米面 35%，豆面 19%，鱼粉 8%，芝麻 1%，骨粉 4%，复合维生素和酵母粉 2%，精盐 1%），不限制饮水、饮食。
糖尿病大鼠模型制备采用高脂高糖饲料喂养配合小剂量 STZ 诱导的方法，具体如下：DM 组大鼠采用订制高脂高糖饲料（订制高糖高脂饲料配方为： 基础饲料 58.8%，猪油 20%，糖 20% ，胆固醇 1%，胆盐 0.2%）。喂养 2 个月后，禁食 12 小时，进行一次性小剂量 STZ（25mg/kg）腹腔注射诱导糖尿病发生，后继续给予高脂高糖饲料喂养直至处死取材。期间定期监测动物一般状态、体重、饮食量、饮水量、尿量及血糖变化。
表 4-1 血清甘油三酯、总胆固醇检测
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实验结果
1 糖尿病大鼠模型相关指标检测
1.1 大鼠一般状态描述
建模初期，正常对照组大鼠精神状态良好，活泼好动，反应敏捷、毛发顺滑，摄食、进水、尿量正常。DM 组大鼠与 Ctrl 组大鼠相比，进食、饮水及尿量均有所增加，活动性无明显差异；配合小剂量 STZ（25mg/kg 体重）一次性腹腔注射1 周后，DM 组大鼠进食、饮水及尿量较 Ctrl 组大鼠进一步增加，并且出现精神萎靡，活动量减少，反应迟钝，毛色粗糙暗淡等症状。
1.2 大鼠体重变化
临床上糖尿病患者后期将出现体重减轻的症状，因此在实验动物诱导建立糖尿病模型中，大鼠体重变化可视为糖尿病发生发展的一项参考指标。
结果表明，造模初期 DM 组大鼠体重与 Ctrl 组大鼠体重无明显差异；经高脂高糖饲料喂养 4 周后，DM 组大鼠的体重较 Ctrl 组大鼠体重有较明显增高趋势，但无统计学意义（P>0.05）；经 STZ 腹腔注射后 4 周内连续监测 DM 组大鼠与Ctrl 组大鼠体重的变化，结果显示 Ctrl 组大鼠体重呈持续性上升趋势，但 DM 组大鼠体重较 Ctrl 组大鼠体重呈明显降低（P<0.05），且 DM 组大鼠体重均低于Ctrl 组大鼠体重。（详见表 7-1、表 7-2，图 1）。
表 7-1 STZ 注射前大鼠体重变化（ ± SD）
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讨论
1 糖尿病模型的建立
糖尿病是由多种因素共同造成的一种以葡萄糖代谢紊乱、胰岛素抵抗或分泌不足为主要特征的慢性代谢性疾病[70]。目前就糖尿病模型建立方法有很多，但没有统一的标准[71]。常建模方法分为三类，即自发性糖尿病鼠类模型、转基因糖尿病鼠类模型和诱发性糖尿病鼠类模型，其中前两项方法来源少造价高，手法操作复杂且死亡率高，应用小众；第三种建模方式包括手术诱导法、化学药物诱导法以及特殊饮食诱导法[72]。手术诱导（切除部分或全部胰腺）实验要求高，操作繁复，耗时耗材且实验效果不稳定，应用较少[73]；化学药物诱导主要是链脲佐菌素(STZ)和四氧嘧啶 (Alloxan, ALX)诱导，四氧嘧啶产生氧自由基破坏胰岛β细胞，导致胰岛素缺乏，虽价格相对便宜但副作用大，影响因素多（如喂养条件、给药次数、剂量等）且死亡率高[74~75]；链脲佐菌素能够选择性损伤胰岛β细胞，相较四氧嘧啶，其造模成功率较高，且影响因素少，广泛应用与科研实验[76~77]。特殊饮食诱导法多采用高脂高糖自由饮食，引发胰岛β细胞超负荷而导致糖尿病，其发病机理更接近于人类，但耗时长，所以不适用于科研[72]。目前国内外制备糖尿病模型普遍采用的方法为化学药物联合特殊饮食诱导法，最常见的是高脂高糖饲料喂养配合 STZ 注射诱导建立 2 型糖尿病大鼠模型，该建模方式涉及动物种系，性别、饲料选择及其喂养时间，STZ 诱导剂量、给药途径等因素的把控[78~79]。其中 SD 大鼠较其他种系鼠体重增长快、性情温顺、成模率高，且雄性鼠比雌性鼠对 STZ 更敏感[80]；高脂高糖诱导时间无统一标准，时间跨度 2~10 周不等，一般与 STZ 诱导剂量呈负相关；药途径一般有尾静脉注射及腹腔注射法[81~82]，并且最终成模标准也不尽相同[83~88]。
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2 糖尿病大鼠脑内氧化修饰变化
糖尿病及其脑部相关病变与氧化应修饰变化密切相关[89]，其中，氧化应激导致的蛋白质氧化损伤增加可导致神经元营养和物质转运功能障碍，是糖尿病引起神经功能损害的机制之一[90~91]。研究发现大脑是高耗氧器官，其耗氧量占全身耗氧量的 20%，相较机体其他组织更易受氧化应激的影响，并且有研究证实糖尿病患者和实验性糖尿病大鼠中，氧化应激在脑损伤中起着重要作用[92~93]，持续高血糖导致葡萄糖代谢紊乱和胰岛素信号受损，进而诱导氧化应激损伤，ROS 积累，造成脑内内源性抗氧化防御机制中活性氮与活性氧平衡失调，导致线粒体功能障碍，最终影响脑内能量代谢[94~97]。
本实验中检测 DM 大鼠脑内组织 MDA 含量升高及其脑内组织总 SOD 水平降低，表明糖尿病大鼠脑组织脂质过氧化明显增强，且抗氧化状态明显降低[98]。并且检测蛋白氧化产物羰基化蛋白（DNP）及 3-硝基化蛋白（3-NT）水平变化，结果显示糖尿病大鼠脑内皮层区及海马区的 DNP 含量及 3-NT 含量均显著性增高，结果符合氧化应激过程中蛋白质的氧化损伤程度加重的变化[99]。实验结果说明糖尿病糖尿病大鼠脑内发生脂质过氧化及蛋白质氧化损伤等氧化修饰的增加。
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结论
1.高脂高糖饲料喂养配合小剂量 STZ 成功诱导并建立糖尿病大鼠模型，该模型表现为血糖血脂升高，多饮多食多尿，体重减轻等糖尿病临床典型症状；
2. 糖尿病大鼠脑内发生脂质过氧化及蛋白质氧化损伤等氧化修饰增加；
3. 糖尿病大鼠脑内认知相关脑区（皮层及海马区）蛋白酶体组成亚基β1、β2 及β5 无明显变化，但蛋白酶体降解活性降低；
4. 糖尿病大鼠脑内认知相关脑区（皮层及海马区）蛋白酶体调节蛋白 PA28含量明显下降；
5. PA28 在体干预抑制表达后，糖尿病大鼠脑内认知相关脑区（皮层及海马区）蛋白酶体功能受抑制并且氧化损伤蛋白质明显增加；6. PA28 蛋白的表达可能受糖尿病时程的影响。
综上，我们认为糖尿病相关因素能够引起蛋白酶体调节蛋白 PA28 表达下降，从而影响蛋白酶体降解功能，进而导致蛋白质氧化损伤降解途径减弱和氧化损伤蛋白质增加。
参考文献（略）
